许多同学在原代细胞培养中默认得到的细胞都使用细胞筛进行过滤，也许是我们受到了程序性误导。这里我们就简单从最底层的逻辑来看看怎么使用细胞筛。
先简单说一下细胞筛的作用，去除比细胞大的各种东西，也就是所谓的杂质，包括细胞团。而对比细胞小的所谓杂质细胞筛完全无能为力。
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细胞筛在实操中的应用
（一）在不同组织来源细胞中的使用
骨髓：骨髓中MSCs通常以单细胞形式存在，且骨髓液本身较稀薄，可直接通过低速离心富集细胞，若细胞用于培养则无需过滤。有时，骨髓样本中混入骨碎片或脂肪颗粒，可以使用100-200 μm（或100-300目）孔径细胞筛预过滤，若得到的细胞用于培养则同样建议不过滤。
脂肪组织：脂肪经胶原酶消化后，悬液中可能残留未消化的组织块及纤维。在这个实验中脂肪来源的细胞总数量较大，过滤一般不至于减少细胞数，也不至于影响细胞活性，建议使用100-200 μm（100-300目）细胞筛过滤，避免大块结构干扰细胞贴壁。
脐带/羊膜：脐带或羊膜组织经机械剪切和酶消化后，建议使用100-200 μm（100-300目）细胞筛过滤，去除残骸及未被完全解离的Wharton胶质。这两种组织使用胶原酶消化后粘度较大，过滤过程中可适当搅拌，避免孔网被堵塞。
血液：通常情况下若细胞直接进入培养则不用细胞筛过滤。若进行细胞分选、检测等则需要进行过滤。
牙髓：牙髓组织经消化后细胞量少且组织碎片较小，建议直接接种培养，避免因过滤导致细胞损失。
（二）从使用场景来分析
必须过滤的场景：
流式分选、磁珠分选等依赖单细胞悬液的技术；
组织解离不完全导致残留碎片或其他大块结构，且碎片对细胞培养有影响。
可省略过滤的场景：
仅需扩增培养且碎片量少（如骨髓、牙髓）；
碎片对贴壁和增殖无明显影响（如小片段胶原纤维可能促进细胞迁移）。
从第一性原理分析：
过滤的目的是什么？
过滤后收益是正向还是负向？
是否一定需要获得单个细胞？
对细胞活性是否有影响？
所谓的杂质是否对实验真的有负面影响？
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细胞筛的分类与参数
（一）专用细胞筛（以微米为孔径单位）
孔径标准：以微米（μm）直接标注，常见规格包括40 μm、70 μm、100 μm、200 μm。
40 μm：用于去除微小聚集体（如血小板团块）
70-100 μm：适用于大多数组织（如脐带、肿瘤组织）
200 μm：预过滤大块组织（如脂肪初步消化液）
材质：医用级尼龙或不锈钢，耐受高压灭菌（部分品牌筛网需避免高温）。
优势：省心。
（二）传统细胞筛（以目数为标准）
目数定义：每平方英寸筛网上的孔数，目数越大，孔径越小。
200目≈75 μm，300目≈50 μm（注：目数与微米换算因丝径差异略有波动）
局限性：目数标准缺乏统一性，不同厂商的200目筛网实际孔径可能差异达±10 μm。
优势：自由，可随意剪裁、折叠灯。便宜，价格和专用的是数量级的差别。
（三）多说一嘴
在那个没有专用细胞筛的时代，工业上尼龙网或不锈钢网是常用来做细胞过滤的，时代已去，现在很多实验室使用的是专用的细胞网筛，但为了节约也可以购买传统网筛自己动手制作，尤其是使用量大的时候。
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注意事项
（一）灭菌处理
非一次性细胞筛需通过高压灭菌（121°C, 15分钟）或辐照灭菌。注意紫外、酒精等的灭菌有明显限制，芽孢、真菌等无法杀灭。
尼龙筛网避免多次高压灭菌，以防孔径变形。
（二）孔径选择原则
目标细胞直径的1.5-2倍（如MSCs直径约15-30 μm，可选70 μm筛，当然没必要一定做成单细胞悬液的可以选用大孔径网筛）。
粘稠样本（如脂肪消化液、脐带消化液）若一定要做成单细胞悬液则可以逐级过滤（如先200 μm后100 μm）。或大孔径过滤后洗涤一次再进行小孔径过滤。
（三）过滤技巧
使用无菌止血钳固定筛网边缘（带有把手的忽略），避免用力刮擦损伤细胞。
对高粘度样本，可加入PBS或培养基稀释后过滤，过滤前先把网筛打湿。
（四）特殊组织处理
富含纤维的组织（如胎盘）可结合酶消化与机械振荡，提高解离效率。
脂肪组织消化后先离心，去除解离出的液态脂肪和上清，细胞重新悬浮后再进行过滤。
（五）质量控制
过滤后镜检评估碎片残留量（建议碎片占比<5%）。
记录筛网孔径、过滤次数及细胞回收率（可通过台盼蓝计数对比）。
多说一嘴：科研细胞获取且直接进行培养时完全可以不做这些事情。
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常见误区
误区1：“所有原代细胞培养均需过滤” ， 骨髓、牙髓等低碎片样本过滤反而导致细胞损失。
误区2：“目数与微米可随意换算” ，300目筛网实际孔径可能为45-55 μm，需以厂商标注为准。
误区3：“高压灭菌不影响筛网性能” ，尼龙筛网反复灭菌可能导致孔径扩大10-15%。若要反复使用或节约成本，可购买不锈钢网筛，自行剪裁折叠，或配置网架。
通过合理选择细胞筛并优化操作流程，可显著提升原代细胞培养的成功率，同时避免因过度处理导致的细胞活性下降。